Tick

پرورش آزمایشگاهی کنه­های سخت و نرم (آکارینا: ایکسودیده و آرگازیده) برای مطالعات آزمایشگاهی

مقدمه:

کنه­های سخت ناقل انواع بیماری­های دامی و انسانی هستند (Service MW 2001)، از این نظر بعد از پشه­ها در رتبه دوم اهمیت قرار دارند (Mullen and Durden 2002). علاوه بر آن از نظر تحریک دام، افزایش حساسیت و التهاب در پوست، کم­خونی (Wall and Shearer 2001)، کاهش تولید شیر و گوشت (Jongejan and Utlenberg 2004)، فلج کنه­ای (Mullen and Durden 2002) برای دام اهمیت دارند. چرخه زندگی کنه­ها در شرایط طبیعی نسبتاً طولانی است (Oliver [Jr] 1989)، بنابراین برای انجام مطالعات آزمایشگاهی نیاز به روش­هایی کم­هزینه، آسان و قابل انجام در همه جا هست تا بتوان جمعیت­های تقریباً یک­دست تولید کرد در ضمن تعداد نسل­ها را نیز افزایش داد. مطالعات قبلی بسیاری در مورد روش­های مختلف تغذیه کنه­ها در شرایط آزمایشگاهی انجام شده است (Rau and Hannoun ?، Watts et al 1972، Weber and Walter 1982، Stone et al 1983، Broadwater et al 2002). به­طور کلی هدف از پرورش کنه­ها بسته به نوع مطالعه شامل حفظ کلونی، تست حشره­کش، مطالعات بیولوژی و مطالعات انتقال بیماری است (Feldman‐Muhsam 68).

الف) روش کیسه گوش (Ear bag):

حیوان آزمایشگاهی مناسب برای این روش خرگوش سفید آزمایشگاهی زیر یک سال است. اساس این روش قراردادن کنه برای تغذیه بر روی گوش حیوان است. این عضو مناسب­ترین قسمت، دارای عروق خونی فراوان و موهای نسبتاً کم است و به تراشیدن سطح گوش (shave) نیازی نیست. به این منظور یک کیسه به ابعاد تقریبی طول 15، عرض 5 سانتی­متر و از جنس کتان یا نخ آماده می­کنیم. این کیسه را توسط چسب Patex® (Henkel Corporation) به گوش حیوان می­چسبانیم و بعد از 1 تا 2 دقیقه فشار دست بر روی موضع، حیوان را رها می­کنیم. حیوان در این­حالت بی­تابی می­کند و سعی در کندن کیسه دارد. بنابراین باید مانع این کار شد. بهترین راه استفاده از قلاده است. اجزای این وسیله شامل 2 قطعه تخته چوبی نازک از جنس فیبر فشرده سبک به ابعاد طول 13 و عرض 5/6 سانتی­متر (قطر سوراخ محل قرارگیری گردن به اندازه گردن حیوان بستگی دارد و نباید مانع بلع آب و غذا توسط حیوان شود ولی معمولاً به قطر 5/5 تا 5/6 سانتی­متر و دارای 2 جفت سوراخ قرینه می­باشد)، 2 جفت لولای در و پیچ­های اتصال است که بر روی هم سوار و به گردن حیوان آویخته می­شود. بعد از قراردادن قلاده، حیوان سعی می­کند تا به­وسیله دندان­های پیشین قلاده را از محل سوراخ گردن جدا کند که اگر قطر این سوراخ به اندازه قطر گردن حیوان باشد این مشکل برطرف می­شود. انتهای کیسه گوش (بعد از ریختن کنه­ها در آن) توسط چسب کاغذی بسته می­شود و بعد از هر سرکشی در صورت لزوم این چسب­ها عوض خواهند شد. سرکشی­ها معمولاً با فواصل 2 تا 3 روز (بسته به مرحله­ای از کنه که تغذیه می­کند) انجام می­شود. به­طور متوسط خون­خواری لاروها 3 تا 7 روز، نمف­ها 4 تا 8 روز و ماده­ها (نرها خون­خواری منقطع و کم دارند) 7 تا 12 روز طول می­کشد (Oliver [Jr] 1989). بعد از هر مرحله خون­خواری، کنه­های خون­خورده و جدا شده به­آرامی از کیسه گوش خارج و در شرایط انکوباتور (رطوبت 80-90 درصد و دمای 22-28) تا زمان پوست­اندازی و مرحله بعدی نگهداری می­شوند.

ب) روش پرده تغذیه (Feeding membrane):

در این روش نیازی به استفاده از حیوان آزمایشگاهی نمی­باشد. مقدار 8/1 سی­سی از خون حیوان یا میزبان مورد نظر را با شرایط استریل در یک لوله مونوجکت که حاوی 2/0 سی­سی EDTA (ماده ضد انعقاد) است، می­ریزیم. در ادامه خون را به آرامی در محفظه خونی (blood chamber) دستگاه تغذیه مصنوعی (artificial feeding device) می­ریزیم. این دستگاه متشکل از یک محفظه خونی، محفظه گرمایی (thermal chamber) و یک بن­ماری برای گرم کردن آب می­باشد (این دستگاه ابداعی دانشکده بهداشت دانشگاه تهران است). خون تازه توسط یک غشای پارافیلم از محل خون­خواری کنه مجزا می­شود. آب گرم تولید شده در فضای اطراف محفظه خون گردش می­کند و از این طریق دمای 37 درجه (دمای خون میزبان طبیعی) را تامین خواهد کرد. در ضمن دمای ذکر شده مرتباً از طریق یک دماسنج آب کنترل می­شود. در صورت نیاز ماده سیترات سدیم برای ممانعت از انعقاد خون مجدداً اضافه می­شود. بعد از هر مرحله خون­خواری، کنه­ها متورم می­شوند در این حالت محفظه را باز و آنها را به آرامی خارج می­کنیم و در شرایط انکوباتور (رطوبت 80-90 درصد و دمای 22-28) تا زمان پوست­اندازی و مرحله بعد نمفی نگهداری می­کنیم.

معمولاً کنه­های نرم بعد از در تماس قرار گرفتن با غشای پارافیلم که در سمت دیگر آن خون قرار دارد به­سرعت شروع به خون­خواری می­کنند. این روش در مورد کنه­های سخت انجام نشده است اما به­نظر می­رسد با توجه به طول دوره خون­خواری آنها، نیاز به ایجاد حوض­چه تغذیه در پوست میزبان (feeding pool) و ترشح سمان در اطراف محل خون­خواری و احتمال لخته­شدن و از بین رفتن کیفیت خون نتیجه رضایت­بخش نخواهد شد.

Feldman‐Muhsam B. 1968. The maintenance of colonies of Ixodid ticks. WHO/VBC/68.57. 133‐138.

Watts PB, Mathews Pound [Jr] J and Oliver [Jr] JH. 1972. An adjustable plastic collar for feeding ticks on ears of rabbits. The Journal of Parasitology. 58 (6): 1105.

Rau U and Hannoun C.?. The use of a capillary tube technique for artificially feeding Argas reflexus reflexus ticks.

Broadwater AH, Sonenshine DE, Hynes WL, Ceraul S and De Silva AM. 2002. Glass capillary tube feeding: A method for infecting nymphal Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) with the lyme disease spirochete Borrelia burgdorferi. Journal of Medical Entomology. 39 (2): 285-292.

Stone BF, Commins MA and Kemp DH.1983 .Artificial feeding of the Australian paralysis tick, Ixodes holocyclus and collection of paralysing toxin. International Journal for Parasitology. 13 (5): 447-454.

Weber G and Walter G. 1982. A note on the production of unfed nymphs of the tick Hyalomma anatolicum anatolicum for experimental use. Annals of Tropical Medicine and Parasitology. 76 (5): 583-584.

Mullen GR and Durden LA. 2002. Medical and veterinary entomology. Elsevier Science. USA. 597 pp.

Wall R and Shearer D. 2001. Veterinary ectoparasites: Biology, pathology and control. Blackwell Science Ltd. 262 pp.

Service MW. 2001. Encyclopedia of arthropod-transmitted infections of man and domesticated animals. CABI Publishing. 579 pp.

Oliver [Jr] JH. 1989. Biology and systematic of ticks (Acari: Ixodidae). Annual Review of Ecology. 20: 397-430.

Jongejan F and Utlenberg G. 2004. The global importance of ticks. Parasitology. 129: S3-S14.

Chabaud AG. 1950. Sur la nutrition artificielle des tiques. Annales de Parasitologie Humaine et Comparée. 25: 42-47.

Rau U. 1965. Some observations on the feeding of ticks on experimental animals with special reference to the pill box method. Journal of Medical Entomology. 2 (1): 58-60.